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 Laboratorio di Nanotecnologie
Il laboratorio di nanotecnologie BioNEM (Bio- and Nano-Engineering for Medicine) è nato nel 2005 dall’esigenza di combinare sinergisticamente i settori di ricerca della biologia-medicina con quelli delle nanotecnologie, producendo così prodotti innovativi nei campi biomedico e farmaceutico.
In Italia il laboratorio BioNEM rappresenta forse l’unico esempio di laboratorio di nanotecnologie installato all’interno di un plesso ospedaliero, e questo produce la più stretta collaborazione fra il personale bio-medico dell’ambiente clinico con quello tecnologico del laboratorio di nanotecnologie. Il laboratorio BioNEM è quindi un ambiente multidisciplinare in cui medici, biologi, biotecnologi, ingegneri e fisici collaborano a stretto contatto e si scambiano idee e competenze di diversi settori, producendo così una ricerca intrinsecamente multidisciplinare.
Gli interessi scientifici e le linee di ricerca del laboratorio coprono principalmente le seguenti tematiche:
  • fabbricazione di nanostrutture plasmoniche per lo sviluppo di nuove tipologie di biosensori
  • sviluppo di dispositivi microfluidici per il trattamento di soluzioni biologiche e il trattamento/sorting di cellule tumorali
  • fabbricazione di superfici superidrofobiche per l’analisi di soulzioni biologiche a bassissime concentrazioni
  • tecniche di micro-spettroscopia ottica (Raman e infrarosso) per l’analisi biochimica di campioni celullari e soluzioni di interesse bio-medico 
Sito WEB: www.bionem.unicz.it
 
Parole Chiave
Micro- e nano-fabbricazione
Tecniche Litografiche
Microfluidica
Spettroscopia Raman e IR
Silicio nanoporoso
 
Expertise
Sensori plasmonici nanostrutturati
Dispositivi microfluidici per applicazioni biologiche
Superfici superidrofobiche per analisi biologiche
Isolamento di cellule tumorali circolanti
Spettroscopia Raman di cellule ed estratti biologici

Componenti del Laboratorio di Nanotecnologie
Nome
Posiz Dipart. e-mail
Enzo M. Di Fabrizio
Professore Ordinario DMSC Enzo.DiFabrizio@KAUST.EDU.SA
Patrizio Candeloro
Ricercatore Universitario DMSC patrizio.candeloro@unicz.it
Gerardo Perozziello
Post-doc DMSC gerardo.perozziello@unicz.it
Maria Laura Coluccio
Post-doc DMSC mlcoluccio@gmail.com
Natalia Malara
Post-doc DMSC nataliamalara@unicz.it
Francesco Gentile
Post-doc DMSC gentile@unicz.it
Marco Francardi
Post-doc DMSC frmaone@gmail.com
Stefania De Vitis
Post-doc DMSC  
Rossella Catalano
Dottorando DMSC ros.catalano@gmail.com
Daniele Di Mascolo
Dottorando DMSC dimascolo@unicz.it
Francesca Pardeo
Dottorando DMSC pardeo@hotmail.com
Raffaella Raimondo
Dottorando DMSC r.raimondo@unicz.it

 Linee di ricerca
Nanostrutture plasmoniche
I plasmoni sono quanti di energia elettromagnetica associata alle oscillazioni della nuvola elettronica di alcuni materiali metallici, quando essa è investita da un campo elettromagnetico incidente (ad esempio luce). Sotto particolari condizioni di accoppiamento luce-superfice metallica e in particolari condizioni geometriche, come ad esempio il confinamento spaziale in nanostrutture, si possono avere delle risonanze plasmoniche capaci di amplificare il campo elettromagnetico incidente e di confinarlo spazialmente in regioni molto più piccole del limite diffrattivo. Questi due effetti combinati insieme fanno delle nanostrutture plasmoniche degli oggetti estremamente affascinanti, in grado di superare il limite diffrattivo imposto dall’ottica e al tempo stesso di amplificare il segnale di tecniche ottiche per l’analisi biochimica, come ad esempio il segnale della spettroscopia Raman. Questo fa delle nanostrutture plasmoniche, in combinazione con tecniche spettroscopiche, degli ottimi candidati per una nuova generazione di biosensori ad elevata sensibilità.


Figura 1: esempi di nanostrutture plasmoniche. Sulla sinistra, antenna nanoplasmonica accoppiata con una cavità ottica all’interno di un cristallo fotonico; sulla destra, nanolenti plasmoniche realizzate mediante nanograni di argento.
 
 
Dispositivi microfluidici
Negli ultimi anni i progressi della microfluidica e più in generale delle micro- e nano-tecnologie hanno permesso di espandere notevolmente lo sviluppo di nuovi protocolli, procedure, trattamenti e analisi nel settore biomedico. La ricerca del laboratorio BioNEM in microfluidica si concentra sui seguenti temi:
 

  • trattamento di cellule tumorali mediante cell-rolling in dispositivi microfluidici;
  • sistemi microfluidici per la separazione di miscele complesse;
  • sistemi microfluidici per colture cellulari e cell-sorting;
  • sistemi microfluidici con l’integrazione di dispositivi nanoplasmonici.
 
Come esempio, il cell-rolling è un processo in cui cellule iniettate con determinati flussi, e quindi soggette a shear-stress, in un micro-canale biofunzionalizzato interagiscono con le biomolecole del micro-canale. Tale interazione risulta nella formazione di legami fra le biomolecole del canale e specifiche molecole di adesione. Sistemi microfluidici possono essere utilizzati per cell-rolling con diverse applicazioni, come separazione di cellule staminali o separazione di cellule tumorali circolanti, separazione di cellule rare di particolare interesse, studi fisiologici su cellule, studi di interazione cellulare e induzione di segnali apoptotici in cellule tumorali. Uno studio del laboratorio BioNEM ha in particolare riguardato l’induzione mediante cell-rolling di una sottoespressione delle molecole MHC-I in cellule tumorali, rendendole così più facilmente attaccabili dalle cellule NK.


Figura 2: esempi di dispositivi microfluidici realizzati nel laboratorio BioNEM. Sulla sinistra, micro-canale biofunzionalizzato per applicazioni di cell-rolling; al centro, micro-canale per micro-elettroforesi, come esempio di cell-sorting; a destra, sei micro-camere di reazione indipendentemente biofunzionalizzate.
 
 
Superfici superidrofobiche
Le superfici superidrofobiche realizzate presso il laboratorio BioNEM sono delle superfici micro-strutturate mediante tecniche di litografia ottica e rimozione selettiva di materiale. Esse sono costituite da matrici regolari di pillar fabbricate tipicamente su substrati di Silicio. Una volta che una goccia di soluzione viene depositata sulla superficie superidrofobica, essa non bagna la superficie ma rimane sospesa sui pillar (effetto superidrofobico). Ottimizzando i parametri geometrici che caratterizzano le matrici di pillar, si possono ottenere degli effetti di superidrofobicità più o meno marcati. L’angolo di contatto, ovvero l’angolo che la goccia di liquido forma con il substrato nella zona di contatto, è un parametro misurato per caratterizzare la superidrofobicità delle superfici. Il vantaggio offerto dalle superfici superidrofobiche in studi di tipo biologico si ha in presenza di soluzione a bassissime concentrazioni. In questi casi, il soluto è talmente diluito nella soluzione da essere impossibile da rilevare. Una volta depositata una goccia di soluzione altamente diluita sul substrato superidrofobico, l’evaporazione della goccia sospesa sui pillar fa sì che la goccia stessa concetri il soluto. Al termine del processo di evaporazione, il soluto inizialmente altamente diluito viene concentrato sulla sommità di pochi pillar, rendendolo così facilmente rilevabile mediante tecniche ottiche/spettroscopiche. Questo approccio può essere utilizzato nella diagnostica precoce, quando si rende necessaria la rilevazione di speci a bassissime concentrazioni.
 

Figura 3: sulla sinistra, gocce di soluzioni biologiche depositate su substrato superidrofobico; al centro, meccanismo di concentrazione del soluto e deposizione dello stesso su pochi pillar; sulla destra, il residuo del soluto altamente concentrato dal processo di evaporazione e depositato su pochi pillar dopo l’evaporazione stessa di una goccia.
 
 
 
Microspettroscopia Raman
La spettroscopia Raman negli ultimi decenni ha riscosso un interesse sempre maggiore nelle applicazioni biologiche, grazie alla sua alta sensitività, scarso rumore dovuto alla presenza di acqua, capacità di campionamento non-invasivo o distruttivo, tecnica intrinsecamente “label-free” e per la elevata risoluzione spaziale che offre quando viene combinata con la microscopia (micro-spettroscopia). Come esempio, uno spettro Raman di una cellula offre un’impronta biochimica globale, con regioni spettrali sensibili alla presenza di lipidi, amminoacidi e proteine, saccaridi, nucleotidi DNA-RNA e altri metaboliti primari. La stessa ricchezza di informazioni si ottiene nell’analisi di tessuti o soluzioni di interesse biologico (siero, lisati cellulari, etc.). Nel laboratorio BioNEM la microspettroscopia Raman è utilizzata per studi di proteomica, cellomica, nanotossicità indotta da nanoparticelle, screening cellulare con particolare attenzione alle speci tumorali, combinazione della microspettroscopia Raman con nanostrutture plasmoniche per l’amplificazione del segnale Raman.
 

 


Figura 4: Sulla sinistra, spettri Raman misurati su cellule trattate con nanoparticelle metaliche per studi di nanotossicologia cellulare; sulla destra, mappatura Raman di una cellula staminale tumorale
 
Principali pubblicazioni recenti
 

  1. “Microfluidic Devices Modulate Tumor Cell Line Susceptibility to NK Cell Recognition”, G. Perozziello, R. La Rocca, G. Cojoc, C. Liberale, N. Malara, G. Simone, P. Candeloro, A. Anichini, L. Tirinato, F. Gentile, M.L. Coluccio, E. Carbone, E. Di Fabrizio; Small, 8, 2886 (2012)
  2. “Superhydrophobic Surfaces as Smart Platforms for the Analysis of Diluted Biological Solutions”, F. Gentile, M.L. Coluccio, N. Coppede’, F. Mecarini, G. Das, C. Liberale, L. Tirinato, M. Leoncini, G. Perozziello, P. Candeloro, F. De Angelis, E. Di Fabrizio, Applied Materials and Interfaces 4, 3213 (2012)
  3. “Breaking the diffusion limit with super-hydrophobic delivery of molecules to plasmonic nanofocusing SERS structures”, F. De Angelis, F. Gentile, F. Mecarini, G. Das, M. Moretti, P. Candeloro, M. L. Coluccio, G. Cojoc, A. Accardo, C. Liberale, R. P. Zaccaria, G. Perozziello, L. Tirinato, A. Toma, G. Cuda, R. Cingolani, E. Di Fabrizio, Nature Photonics 5, 682 (2011)
  4. “Principal component analysis based methodology to distinguish protein SERS spectra”, G. Das, F. Gentile, M.L. Coluccio, A.M. Perri, A. Nicastri, F. Mecarini, G. Cojoc, P. Candeloro, C. Liberale, F. De Angelis, E. Di Fabrizio, Journal of Molecular Structure 993, 500-505 (2011)
  5. “Nanoparticle microinjection and Raman spectroscopy as tools for nanotoxicology studies”, P. Candeloro, L. Tirinato, N. Malara, A. Fregola, E. Casals, V. Puntes, G. Perozziello, F. Gentile, M. L. Coluccio, G. Das, C. Liberale, F. De Angelis, E. Di Fabrizio, Analyst 136, 4402 (2011)
  6. “Nanoscale chemical mapping using three-dimensional adiabatic compression of surface plasmon polaritons”, F. De Angelis, G. Das, P. Candeloro, M. Patrini, M. Galli, A. Bek, I. Maksymov, C. Liberale, L.C. Andreani, E. Di Fabrizio, Nature Nanotechnology 5, 67-72 (2010)
  7. “Monitoring human leukocyte antigen class I molecules by micro-Raman spectroscopy at single cell level”, G. Das, R. La Rocca, T. Lakshmikanth, F. Gentile, R. Tallerico, L.P. Zambetti, J. Devitt, P. Candeloro, F. De Angelis, E. Carbone, E. Di Fabrizio, Journal of Biomedical Optics 15(2), 27007 (2010)
  8. “Water soluble nanoporous nanoparticle for in vivo targeted drug delivery and controlled release in B cells tumor context”, F. De Angelis, A. Pujia, C. Falcone, E. Iaccino, C. Palmieri, C. Liberale, F. Mecarini, P. Candeloro, L. Luberto, A. De  Laurentiis, G. Das, G. Scala, E. Di Fabrizio, Nanoscale 2, 2230-2236 (2010)
  9. “Nano-patterned SERS substrate: Application for protein analysis vs. Temperature”, G. Das, F. Mecarini, F. Gentile, F. De Angelis, HG Mohan Kumar, P. Candeloro, C. Liberale, G. Cuda, E. Di Fabrizio, Biosensors and Bioelectronics 24, 1693-1699 (2009)
  10. “A Hybrid Plasmonic-Photonic Nanodevice for Label-Free Detection of a Few Molecules”, F. De Angelis, M. Patrini, G. Das, I. Maksymov, M. Galli, L. Businaro, L.C. Andreani, E. Di Fabrizio, Nano Letters 8, 2321 (2008)
  11. “Miniaturized all-fibre probe for three-dimensional optical trapping and manipulation”, C. Liberale, P. Minzioni, F. Bragheri, F. De Angelis, E. Di Fabrizio, I. Cristiani, Nature Photonics 1, 723 (2007)
L’Ateneo Magna Graecia di Catanzaro è stato fra i primi in Italia ad adottare il nuovo modello organizzativo dettato dalla legge 30 Dicembre 2010 n. 240, che prevede una profonda rimodulazione dell’intero sistema universitario incentrata, fra l’altro, proprio sul ruolo dei Dipartimenti, ai quali sono attribuiti i compiti di organizzazione della ricerca scientifica e delle attività didattiche e formative. Il Dipartimento di Medicina Sperimentale e Clinica nasce il 28 Settembre del 2011 dalla volontà di 50 ricercatori appartenenti ad aree scientifico-disciplinari apparentemente lontane di mettere insieme le loro risorse  e competenze scientifiche per sviluppare una comune attività di ricerca di base, clinica e traslazionale volta allo studio epidemiologico, fisiopatologico, diagnostico e terapeutico della patologia oncologica, dismetabolica e vascolare.
Bando di Concorso per una borsa di studio Fondazione Pezcoller
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Annual Report 2014
 
Medical Research Council
Post doctoral Training Appt - on Cancer Biology. Special focus : micro - RNA and metabolism
 
M.R.C. Post Doctoral training Appt - on Cancer Biology
 
Novartis BioCamp Italia 2014 15-17 dicembre 2014
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Nomina Prof. Ennio Carbone componente Consiglio Direttivo Nazionale della Società Italiana di Immunologia, Immunologia Clinica ed Allergologia (SIICA)
 
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Finanziato Progetto Erasmus Mundus (SECRET)
 
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lezione magistrale in memoria di Chiara D'Onofrio 17 gennaio 2014
 
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